当前位置：首页 > 详细信息 周荣家/程汉华课题组发现Sox9-Srag-Becn1自噬调控新通路
作者：luojiao 发布时间：2021/4/2 2:00:00撰文 | 程袆斌
图1. 新基因的鉴定
图2. srag转基因斑马鱼精巢中促进自噬
图3. Sox9-Srag-Becn1自噬调控通路
自噬广泛存在于从酵母到人类的各种真核生物中，是细胞维持体内代谢平衡必不可少的代谢过程之一[1]。在生理和病理应激条件下，自噬能够降解细胞内不需要的大分子和细胞器，进行再循环和结构重建[2,3]。自噬作为支持细胞中维持细胞代谢平衡的机制之一，保障了精子发生的各个过程的正常进行，自噬调控功能的异常会破坏精子发生过程，导致雄性不育。近年来，在一些物种中鉴定到新进化的基因。这些新基因在之前并不存在，只存在于某一个或一类物种中，并进化出重要功能[4]。新基因参与了从果蝇到哺乳动物的各种物种的发育，例如人类的大脑功能[5,6]和果蝇的雄性生殖发育[7,8]，新基因倾向于在雄性性腺中表达，雄性性腺是新基因产生的热点部位[9]。
2020年7月，武汉大学生命科学学院周荣家团队在Molecular Biology and Evolution在线发表题为“Srag regulates autophagy via integrating into a preexisting autophagy pathway in testis”的研究论文，首次报道了黄鳝雄性性腺中新进化的新基因srag，通过与关键自噬起始因子Becn1相互作用来调控自噬发生。
在该项研究中，作者首先鉴定出新基因srag具有精巢表达偏好性。通过基因组比对显示，在其它相关物种的基因组中没有检测到srag的同源序列（图1A）。实时定量PCR分析和Western blots表明srag在精巢中高表达（图1B/C），Srag在转染后的HeLa细胞质中有明显的蛋白定位（图1D），mRNA原位杂交显示srag表达于生精上皮的周围区域（图1E）。此外，免疫荧光分析表明，Srag蛋白在睾丸支持细胞和精原细胞的细胞质中表达（图1F）。
为了研究srag基因的转录调控模式，作者进一步进行荧光素酶报告系统实验。研究发现，转录因子Gata1和Sox9的结合位点对srag启动子活性有重要影响，并通过CHIP确定Sox9a1/2能在体内与srag启动子区特异性结合，调控srag基因的转录。
图1. 新基因的鉴定
作者发现在饥饿诱导条件下，与野生型相比，srag过度表达的细胞中自噬点明显增加且LC3B-II蛋白水平显著上调，而其下游底物SQSTM1表达下调。为了研究Srag调控的自噬过程，作者通过串联荧光mCherry-GFP-LC3B对srag过表达的HeLa细胞和野生型细胞进行实验，荧光分析表明srag的过度表达促进了自噬体的形成。Western blot分析显示，在HEK293T细胞中，srag过表达增加了LC3B-II的水平，降低了其下游底物SQSTM1的水平，使用BFA处理后积累了LC3B-II。因此，Srag促进自噬体的形成，但不影响自噬体与溶酶体的融合过程。接下来，作者构建了srag转基因斑马鱼系（图2A）。组织学分析表明，转基因斑马鱼和野生型斑马鱼的成年精巢没有明显的形态学变化（图2B/C），但是免疫荧光分析表明，与野生型精巢相比，srag转基因个体中Lc3b-II点的数量明显增加（图2D/E）。Western blot分析证实，与野生型相比，srag转基因斑马鱼睾丸中Lc3b-II和Atg5-12上调，而Sqstm1下调（图2F）。这些这些结果表明，srag过度表达可以上调斑马鱼精巢的自噬水平。说明，srag可以跨物种调控细胞自噬。
图2. srag转基因斑马鱼精巢中促进自噬
免疫荧光分析显示Srag与Becn1和LC3B在支持细胞和精原细胞共表达，荧光共定位分析证实，Srag与Becn1在细胞中存在明显共定位。性腺免疫共沉淀结果表明，野生型Becn1与Srag有明显的相互作用，而其C端结构域突变后不能与Srag结合，且Becn1蛋白的C端结构域在脊椎动物（包括人类、黄鳝和斑马鱼）中进化上是保守的。这些结果表明Srag通过与Becn1相互作用促进自噬，因此，Sox9-Srag-Becn1通路参与了自噬的调控（图3）。
图3. Sox9-Srag-Becn1自噬调控通路
武汉大学生命科学学院博士生程祎斌为第一作者，周荣家和程汉华教授为该文章的共同通讯作者。该项研究得到国家重点研发计划和国家自然科学基金的支持。
参考文献：
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3. Klionsky DJ, Abdelmohsen K,Abe A, Abedin MJ, Abeliovich H, Acevedo Arozena A, Adachi H, Adams CM, AdamsPD, Adeli K, et al. 2016. Guidelines for the use and interpretation of assaysfor monitoring autophagy (3rd edition). Autophagy12(1):1-222.
4. Chen S, Krinsky BH, Long M.2013. New genes as drivers of phenotypic evolution. Nat Rev Genet. 14(9):645-660.
5. Charrier C, Joshi K,Coutinho-Budd J, Kim JE, Lambert N, de Marchena J, Jin WL, Vanderhaeghen P,Ghosh A, Sassa T, et al. 2012. Inhibition of SRGAP2 function by itshuman-specific paralogs induces neoteny during spine maturation. Cell 149(4):923-935.
6. Dennis MY, Nuttle X, SudmantPH, Antonacci F, Graves TA, Nefedov M, Rosenfeld JA, Sajjadian S, Malig M,Kotkiewicz H, et al. 2012. Evolution of human-specific neural SRGAP2 genes byincomplete segmental duplication. Cell149(4):912-922.
7. Lee YCG, Ventura IM, RiceGR, Chen DY, Colmenares SU, Long M. 2019. Rapid Evolution of Gained EssentialDevelopmental Functions of a Young Gene via Interactions with Other EssentialGenes. Mol Biol Evol.36(10):2212-2226.
8. Witt E, Benjamin S, SvetecN, Zhao L. 2019. Testis single-cell RNA-seq reveals the dynamics of de novogene transcription and germline mutational bias in Drosophila. Elife 8.
9. Long M, Betran E, ThorntonK, Wang W. 2003. The origin of new genes: glimpses from the young and old. Nat Rev Genet. 4(11):865-875.
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